Tuber sp.
Pierwszy oznaczony przeze mnie mikroskopowo grzyb.
Tuber bellonae - po kluczu Pani Profesor Ławrynowicz
Zdjęcie zrobione z ręki komórką (czekam na profesjonalną kamerę z oprogramowaniem do pomiarów).


Zacząłem z Hebelomą
Hebeloma z dzisiaj, z ogrodu Waldka spod świerka.
Ciąłem blaszki, ostrza blaszek aż wióra leciały - 2 godziny.
Były zarodniki, były cheliocystydy i ... co z tego?
Preparat wysechł mi po kilku minutach i nic juz widać nie było.... zanim przyłożyłem aparat... bez szans... później próby z komórką... bez szans... nie zrobiłem zdjęcia.

Dlatego wytargałem truflę z szuflady, przyciąłem, namoczyłem w roztworze 5% KOH, żeby zmiękła - pewnie dlatego takie żółte na fotce te zarodniki?

Jeszcze pytanie mam z prośbą o odpowiedz:
czy najpierw dajemy płyn na szkiełko podstawowe i na to eksykat, czy odwrotnie, najpierw eksykat a później kropla płynu?
I drugie ... do Hebelomy... Przy powiększeniu x 100 - widziałem już cheliocystydy, podstawki i maleńkie zarodniki?
przy x 400 - powinno być widać już istotne do oznaczenia szczegóły? Bo trochę małe to wszystko dla mnie?
x 1000 - czego tutaj szukamy?


Pierwsze wrażenia.
Super!
Chociaż, ustawienia mam nie do końca optymalne, brakuje mi ostrości, brakuję głębi... obraz mi się rozmywa... ciężko...
Kuwa... BARDZO CIĘŻKO!

Nooo:-))
Eksykat trzeba nawilżyć ,potem kawałeczek na szkiełko i kropelka medium(woda lub barwnik )

Ja robię odwrotnie; najpierw kropelka na szkiełko i wtedy na nią igłą preparacyjną preparat.

A ja kładę fragment owocnika (np. fragment blaszki) na szkiełko, odcinam to, co potrzebuję (np. ostrze blaszki), resztę odsuwam na bok szkiełka i dopiero wtedy daję kropelkę medium na badany fragment.

Z głębią ostrości chyba wszyscy mamy problem, zwłaszcza jak preparat jest zbyt gruby, jednak, jak na pierwszy raz, to bardzo ładnie Ci Sławku wyszło:-)

Jak robię Scutellinia to pod 10 robię długość włosków,pod 40 szerokość włosków i grubość ścian a także podstawy włosków, pod 100 pomiary zarodników,ornamentację,jeśli chodzi o głębię ostrości to jest ona tym płytsza im większe powiększenie.

Sławku, zasada jest prosta: im cieńszy preparat, tym bardziej wyraźny obraz pod mikroskopem!
... dotyczy to każdego obiektywu.

Grażynka, ale jak na szkiełku odcinasz kawałek to nie zarysujesz szkiełka? Ja to robiłem na deseczce tzn ciałem. A potem przenosiłem odcięty kawałek penseta na szkiełko.

Ja tnę na szkiełku.

"...Kuwa... BARDZO CIĘŻKO!"
Pisałem Ci, że będzie "gehenna", ale bardzo wciągająca ;-)
Każdy kolejny preparat, to kroczek do przodu. Tylko czas i cierpliwość jest lekarstwem.

Preparat robimy (jak dla mnie) tylko na szkiełku.

Jak tniesz ostrą żyletką, to nie trzeba używać siły. Mikrozarysowania na pewno powstaną ale dopóki nie będzie ich dużo, takie szkiełko można z powodzeniem dalej wielokrotnie używać. A jak już zarysowania zaczynają przeszkadzać, to szkiełko wymieniam na nowe. Nie wyobrażam sobie przenoszenia takiego mikropreparatu za pomocą pęsety, bo można w ten sposób uszkodzić struktury lub nawet zniszczyć preparat. Poza tym, gdy cieniutko tnę blaszkę na szkiełku, to zapamiętuję jej układ i wiem jakich elementów szukać w jakim miejscu (cheilo i pleurocystydy).

Jeszcze jedno pytanie :-).
Wg sztuki jako pierwsze medium jest woda, później lugol, koh i na końcu barwniki tak? Ale to dotyczy tego samego preparatu? Wiem głupie pytanie :-). Tzn możemy po badaniu w wodzie zalać ten sam obiekt lugolem itd tak? I Druga cześć pytania- czy po koh np można wrócić z powrotem do wody? Bo po barwniku rozumiem ze obiekt zostaje wybarwiony na amen i trzeba robić nowy preparat. Mam nadzieje, ze zrozumiecie o co mi chodzi? Bo trochę nieudolnie to pisze ...

Kolejność stosowania barwników Marek ładnie opisał w tym artykule: https://www.grzyby.pl/pelna/slownik-odczynniki.htm. Oczywiście dotyczy to jednego preparatu, bo przy różnych preparatach, gdy każdy robimy w innym barwniku - nie ma to znaczenia.

W praktyce, najlepiej na początku się zastanowić czego będziemy szukać w danym preparacie i stosownie do tego dobierać kolejność. Nie każdy preparat musisz oglądać we wszystkich barwnikach, nie bardzo też widzę potrzebę przechodzenia z obserwacji w KOH na obserwację w wodzie przy tym samym preparacie. Raczej niczego więcej nie zaobserwujesz. Podobnie przy powrocie z obserwacji w barwniku do wody.

KILKA PRAKTYCZNYCH RAD!

Jesli chodzi o H2O!
Wystarczy Ci szklanka z kranówką (możesz również używać przegotowanej) i patyczek do szaszłyków. Wkładasz patyczek do szklanki i nanosisz za jej pomocą krople na szkiełko, jak uważasz, że zbyt duża to wycierasz szkiełko i nakładasz mniejszą.

Kroisz preparat na podstawce a nie na szkiełku ... oczywiście możesz jak chcesz to i na szkiełku? Ja wolę na podstawce, jesli używasz żyletek to kilka pociągnięć po szkiełku i żyletka do wymiany:( Wbrew pozorom tępi się bardzo szybko!
Spreparowany fragment przenosisz za pomoca igły na szkiełko wkładając na wcześniej naniesiona kroplę wody. Taka metoda pozwala położyć preparat dokładnie tam gdzie chcesz. Jak masz preparat na szkiełku to przy nanoszeniu kropli preparat pływa.
Jesli preparat nie trzyma się igły to nawilżamy koniec igły w wodzie i preparat ładnie klei sie do igły.
Osobiście zamiast igieł używam strzykawek wraz igłą. Wygodnie trzyma się a igły można dobrać bardzo cienkie. Przy workowcach chyba najbardziej praktyczna.
Ścięty ukośnie czubek pozwala wyciąć z hymenium i pobrać naprawdę minimalną ilość preparatu. Tanio i praktycznie. UWAGA! przed ponownym użyciem przetrzeć bo czasem część preparatu może pozostać we wnętrzu igły.

Szkiełka nigdy nie rzucamy na preparat, delikatny może ulec deformacji.
Podkładamy pod szkiełko igłę lub żyletke i lekko opuszczamy na preparat. Ta metoda zapobiega również powstawaniu bąbelków powietrza w medium.

Co do stosowania chemii naprzemiennie to mam zasadę, że prawie zawsze (jest kilka wyjatków) na poczatku zanurzam preparat w H2O. Taka "płukanka" aby pozbyc się wszelkich farfocli. o ma swoje równiez wady, potrafi wypłukac zarodniki więc ostrożnie!

Medium spod szkiełka usuwamy przykrywając szkiełko kawałkiem ręcznika papierowego (chusteczki do nosa nie nadaja się, zostawiaja sporo paprochów), po chwli potrzymania medium zostaje wyssane spod szkiełka.
Teraz mozemy nanieść nastepny odczynnik.
Tu stosuje dwie metody:
1) podważam żyletką szkiełko, zdejmuję i nanoszę odczynnik a następnie ponownie przykrywam.
2) po odsączeniu pierwszego medium, kładę kroplę odczynnika tuż przy krawędzi szkiełka nakrywkowego a następnie za pomocą żyletki w pobliżu nałożenia odczynnika, lekko podważam szkiełko i odczynnik automatycznie zostaje zassany pod szkiełko (robimy z wyczuciem).

KOH w zasadzie neutralizuje działanie barwników jakich używamy ale trzeba wiedzieć, że chemia w wiekszości przypadków deformuje nam struktury więc do pomiarów uzywamy preparatu robionego tylko w H2O.
CB, KOH, Lugol zabija i na przykład pomiary zarodników w tych mediach są mniejsze o około 10% (to jest czasem zbyt dużo)

Możesz do każdego odczynnika stosowac nowy preparat ale są przypadki które na to nie pozwalają.
Wiekszość Heliotales badamy w schemacie:
H2O>KOH>H2O>Lugol(IKI)
mozna na poczatku pominąć H2O więc: KOH>H2O>Lugol(IKI)
ale też wymagane jest badanie w IKI bez wstepnej obróbki w KOH więc: H2O>lugol(IKI)

Każdy gatunek jest indywidualny i trzeba "bawić się" odczynnikami, testowac jak lepiej wychodzi. Poza tym każdy rodzaj wymaga innego zestawu badań. Np. peziza wymaga sprawdzenia reakcji asci na jod oraz koniecznie wybarwienia zarodników.
Powodzenia!

Edit: przy podnoszeniu szkiełka staraj się go nie przesuwać inaczej preparat może ulec rozmazaniu a czasem to jest niewskazane(np. sprawdzanie struktur)

(wypowiedź edytowana przez mirek63 10.stycznia.2021)

Obiekt nr 2 - suszek blaszkowca

Zanim o nim, wcześniej o suszkach workowców: Tuber i Gautieria
Spektakularna porażka.
Tubery mega twarde, Gautieria mniej - namoczyłem w 5% KOH od 15 min do ponad godziny.
Preparaty kompletnie nie wychodziły, ciapciałem na szkiełu - w zasadzie nic nie widać.
Pytanie - bo Waldek mi mówił - że workowców raczej nie namaczać w KOH, tylko w zwykłej wodzie, bo tracą strukturę - czy to może być od tego?
Ile i jak to trzeba moczyć?

Ok, teraz już mój obiekt.
Suszek namoczyłem w 5% KOH kilkanaście minut, wysuszyłem i po 1,5h udało mi obciąć ostrze blaszki.
Co zobaczyłem.

1. x10 - co to za czarne kółko i kreska - rozumiem, że jakieś paprochy?



2. x10 - zarodniki


3. x10 - ostrze blaszki
zarodniki
niewyraźne cystydy?
jakieś 2 "kreski"?


4. x10 albo x40 - teraz już nie wiem - ostrze blaszki
widać chyba 2 podstawki?
widać bardzo niewyraźnie cystydy?
widać oczywiście zarodniki


5. Zacząłem kombinować z imersją - ale jak?
na ten sam preparat kropelka olejku i patrzę na obiektywie x 40, dobrze?
widać to - co?



I ZACZYNA SIĘ DUŻY PROBLEM.
już przy obiektywie x 40(400) kończy mi się "GÓRNA WYSOKOSĆ", tzn stolik dojeżdża właściwie maks do górnej granicy.
Zmieniam na obiektyw x100 i koniec. Preparat (szkiełko nakrywkowe) dotyka obiektywu, a ostrość niewystarczająca, w zasadzie nic nie widać.
W mikroskopie jest taka regulowana śrubka zabezpieczająca, którą można wyregulować i stolik pojedzie wyżej - rozumiem, że tak rozwiążę swój problem?

no i 6. x100 w olejku
zobaczyłem tylko coś takiego???




Na koniec jeszcze.
Nie wiem, czy nie zacząłem z dup.y strony?
Tzn. od suszków a nie od świeżych grzybów, z których preparat zrobić znacznie, znacznie łatwiej.
Tylko że mamy dziś 10 stycznia i przy najbliższych prognozach pogody o świerzaki będzie naprawdę trudno :-(.

(wypowiedź edytowana przez SlavoYo24 10.stycznia.2021)

a miedzy 100x a szkiełko nakrywkowe dajesz olejek imersyjny?

Nie, olejek między podstawowym a nakrywkowym - źle? :-/ :-) :-)

źle:D
podstawkowe-woda (lub coś innego z preparatem)-nakrywkowe-olejek-obiektyw 100x

olejek ma zastąpić powietrze pod obiektywem, zapewniając zmianę współczynnika załamania

do pozostałych olejku nie stosujemy (chyba, że masz 60x)

Aha... to jeden problem z głowy ... haha.... :-). Ale tępy jestem. Dzięki Błażej

40 wyczyść alkoholem.
Ja robię tak:
preparat ze szkiełkiem nakrywkowym na stolik mikroskopu objektyw 10 i szukam jak znajduję interesujący element nie poruszając preparatem przestawiam obiektyw na 40 i precyzyjnie ustawiam to co chcę zobaczyć obniżam stolik kropelka olejku na szkiełko przestawiam obiektyw na 100 i delikatnie podnoszę stolik aż soczewka obiektywu połączy się z olejkiem i wtedy delikatnie ostrzę obraz.

Czyli soczewka obiektywu x100 ma się zetknac z olejkiem? Kolejna nowość ... :-) myślałem, ze właśnie nie można dopuścić do zetknięcia, żeby obiektyw się nie wybrudził.

Mirek, no w końcu się "uzewnętrzniłeś" i swoje tajniki "sprzedałeś" :-)
Zdecydowana większość tych informacji tu na bio-forum do wyłapania (jednak potrzeba na to trochę czasu), ale tu pięknie to zebrałeś :-)
Najbardziej jednak mnie interesuje jeden tajnik, czyli rzeczona "podstawka". Co to jest?
Kiedyś jak było "cieniej", to jedno szkiełko podstawkowe maltretowałem niemiłosiernie; czyściłem, myłem, nawet odkażałem. "Jeżdżenie" żyletką po nim, też było na porządku dziennym.
Teraz za parę złotych 100 szt., to już się tak nie pilnujemy/skąpimy.
Inny sprawa, że Ty w ciągu roku robisz tysiące preparatów, ja w ostatnich latach mieszczę się w granicach 100 :-( :-( :-(
Naprawdę nie używasz mikroskopu stereoskopowego, nie widzisz potrzeby?
Zresztą praktyka czyni mistrza :-)

Mirek, pięknie opisane - Wielkie Dzięki!!!

Na początek kilka jeszcze słów do Sławka.
Już o tym wspominałem ale jeszcze raz powtórzę: nie uzyskasz wyraźnego obrazu jeśli będziesz mikroskopował tak duża ilość preparatu, zdecydowanie zbyt grubo!
Abyś sobie uzmysłowił jak wielką ilość preparatu kładniemy na szkiełko to obrazowo wygląda to tak, że praktycznie jest OK jesli masz trudności z zobaczeniem gołym okiem tego co pobrałeś. Jeśli nałozysz ilość, którą widzisz jedynie pod lupą to na pewno będzie ok! ... chyba że masz "sokoli wzrok".
Zasada prosta: im mniej, tym lepiej ... aż do przesady!

A tu odpowiedź na pytanie w powyższym poście;


Boguś, podstawka to nic innego jak kawałek cienkiej deseczki, coś w stylu deski stołowej ale zdecydowanie mniejszej.
Chociaż ostatnio większość preparatów kroję na kartkach ale też umieszczonych na desce. Tnę w miarę nierozmakalną kartkę na małe kawałki i umieszczam owocniki na niej. Ma to swoje zalety i wady. Do zalet należy to, że jak mam owocnik do 1 mm to na lekko wilgotnej kartce dobrze trzyma się. Inna zaleta to jest taka, że to co pozostanie z tak małego owocnika po mikroskopowaniu od razu pozostaje na kartce, wysycha i można spakować. Ewentualnie jak chcę ponownie sprawdzić jeszcze jakieś dodatkowe cechy to nakładam na owocnik (zazwyczaj przyklejony do kartki) małą kroplę wody i po jakiś czasie mam znów gotowy eksykat do krojenia bez konieczności szukania. Poza tym kartkę podpisuję i pierwsze zdjęcie to jest właśnie kartki, dzięki czemu wiem po jakimś czasie co fotografowałem. Jak robie naraz z dziesięć kolekcji to nie zdążę od razu zrobic z nimi porządku. Czasem zdjęcia przeglądam po tygodniu i wtedy wiem co do czego. Ale to technika do maluchów jakie ostatnio najczęściej robię chociaż blaszka położona na kartce też bardzo ładnie kroi się. Jak na razie jako takie papierowe podkładki używam zwykłych kartek do drukarki tylko lepszej jakości żeby zbyt szybko nie rozmakały.
Mikroskopu stereoskopowego nie mam i nie używam. Mam dość mocną lupę montowana do biurka na wysięgniku. Na razie wystarczała chociaż ostatnio niestety z przekrojem sobie nie poradziłem. Przedstawicieł z Nectriaceae gdzie owocniki maksymałnie sięgały 0,2 mm ... ale to wyjątkowe przypadki.
Chociaz niewygodnie ale mogłem spróbowac pod mikroskopem, obiektyw x5 pozostawia doś sporo miejsca na manewrowanie pod nim ... ale mi nie chciało się:)

Jeszcze jedna uwaga do Sławka: jeśli zdecydujesz się nakładać na szkiełko odczynniki za pomocą jakichś tam pałeczek, tak jak ja a nie "zakrapiaczy" to pamiętaj, że do każdego odczynnika musisz mieć oddzielny ... możesz bardzo łatwo zepsuć odczynnik nawet bardzo małą ilością innego!!! Jeszcze tylko wyjaśnię dlaczego używam patyczków. Jakoś mi tak wygodniej porcjować. Ostrym czubkiem patyczka mogę nałożyć precyzyjnie bardzo małą ilość odczynnika.

Dzięki Mirek! Super pomoc! Jeszcze jedno pytanie. Powyższa instrukcja dotyczy workowców. A jeśli chodzi o blaszkowce, to kroje ostrze blaszki możliwie najbardziej cienko- mam już to ostrze np dł 1cm - to co? Z niego tez wykrajam jeszcze jak najmniejszy kawełek ?

Przy blaszkach to zbytnio nie pomogę ale zasada też jest taka sama: masz uzyskać jak najcieńszy (nie koniecznie najmniejszy) preparat a sposób krojenia zależy od tego co chcesz uzyskać ... widok ostrza; przekrój blaszki żeby zobaczyć sciankę boczna; itp.

Trzeci dzień - totalna załamka
Nic nie wychodzi :-(

Program do kamery tylko zainstalowałem i chyba? Podkreślam - CHYBA ??? dobrze wykalibrowałem.
Po za tym zero ostrości, jedynie widzę zarysy - nie umiem ustawić ostrości.
Poniżej tragiczne zdjęcie zarodnika Trufli Tuber excavatum:
Mój zarodnik 40mikro - to by sie zgadzało

Ascospores: 30-50 x 22-32 µm excluding ornament, size variable depending on number of spores in the ascus, Q range = 1,36-1,60, ellipsoid, yellow, yellow brown at maturity, translucent, ornamented with a coarse irregular reticulum with meshes 4-6 µm high, up to 22 µm long, 2-4 across width of spore.


Poza tym dramat, dramat, dramat!!
Z tym medium - woda np. - czy materiał ma być zamoczony w tej kropelce? Czy ta kropelka ma się rozlać i otoczyć materiał?
Czy szkiełko nakrywkowe dociskać - z jaką siłą - czy tylko lekko nakryć?
Czy woda ma się pod nim rozpłynąć?
W jaki sposób?



na x10 jeszcze jest wszystko fajnie
na x40 zaczyna się porażka - nie widzę nic, albo tyle co na tym zdjęciu

o x100 i imersji to mogę pomarzyć, olejek imersyjny ze szkiełka mi się wylewa - jak wy go dawkujecie- ?

Ani blaszki, ani workowce mi nie idą na razie...

blaszki - ciąć poprzecznie?
czy wzdłużnie? równolegle do długości blaszki?


Cóż... robię przerwę, bo pogryzę zaraz komputer, a mikroskop wyrzucę przez balkon i tak się to skończy :-(

a kondensatora używasz? ... trzeba go "dostroić.

... i pytanie: czy taki sam obraz widzisz przez okulary czy ten obraz tylko taki z kamerki?

bo pierwsze zdjęcie w tym wątku wcale nie było takie złe.

(wypowiedź edytowana przez mirek63 13.stycznia.2021)

Kondensor i przysłonę cały czas reguluje ...
zdjęcie jest z kamery
Jest przesuniecie niewielkie - pewnie kilka mikro miedzy tym co w obiektywie a tym co na kamerze
Powiedziałbym, ze w okularze minimalnie lepszy obraz niż z kamery

Sprawdź czy szkiełko nakrywkowe się nie skleiło tzn czy dajesz na pewno pojedyncze czy może dwa sklejone (często tak bywa i wtedy pod 10 wszystko jest ok ale przy większych powiększeniach nic nie widać.
Olejek imersyjny,jedna mała kropla na szkiełko nakrywkowe.
Zostaw na razie grzyby zrób preparat z listka jakiegoś mchu lub z cebuli (z tej cienkiej błonki która jest na każdej łusce)albo zobacz własny włos.

Sławku, a jak kalibrowałeś kamerkę to skalę na szkiełku mikrometrycznym widziałeś ostro? Jeśli tak, to znaczy, że problem tkwi w preparacie. Przy nakładaniu szkiełka nakrywkowego sprawdzaj czy jest pojedyncze, tzn. czy czasem nie jest sklejone z drugim - czasem tak się zdarza i wtedy na 100 ostrości nie ustawisz.

Medium w preparacie powinno wypełniać całą przestrzeń między szkiełkiem podstawowym a nakrywkowym, a więc preparat powinien być w nim cały zanurzony. Szkiełko nakrywkowe nakładamy delikatnie i w miarę potrzeby lekko dociskamy czymś, co nie zostawi śladów na szkiełku. Ja to robię plastikową końcówką oprawki igły preparacyjnej.

Jak ciąć? - Jeśli chcesz obejrzeć ostrze blaszki, to trzeba wykonać cięcie równoległe do tego ostrza, a jeśli chcesz obejrzeć bok blaszki, to wtedy wykrawasz cieniutki plasterek dwoma cięciami prostopadłymi do krawędzi blaszki.

No i przede wszystkim zachowaj spokój, a jak będziesz chciał już wyrzucać mikroskop przez okno, to ogłoś to wcześniej na forum - z pewnością znajdą się chętni by stanąć pod tym oknem;-)

Zależy które piętro;-)

Pytałeś jeszcze o dawkowanie olejku. Ja to robię przy pomocy zakraplacza ale nie wyciskam olejku, tylko leciutko dotykam czubkiem zakraplacza do szkiełka - mniej więcej w miejscu, w którym znajduje się oglądany preparat. Ta kropelka, która zostanie na szkiełku powinna być maleńka - nie większa niż na tym zdjęciu a może być jeszcze mniejsza:

Pierwsze zdjęcie wątku było robione ... komórką! :-/ i wyszło lepiej niż obraz z kamery.
W okularze obraz jest bardziej ostry (niewiele) - niż obraz z kamery.
Mimo wszystko, to raczej nie wina kamery, bo.
Przy kalibracji szkiełkem mikrometrycznym, obraz był bardzo dobry - zarówno w okularze jak i na kamerze.
Dlatego wydaję mi się, że popełniam błąd przy przygotowaniu preparatu.
albo na etapie cięcia
albo na etapie moczenia w medium tego co uciąłem
Jakby ktoś mógł mi pokazać zdjęcie - jak wygląda Wasz preparat już w wodzie na szkiełku - to byłoby fajnie.

Proszę.

w powiększeniu ,obiektyw 4x wygląda to tak,zmierzyłem żeby pokazać wielkość (za duży)
To kawałek marginesu Scutellinia tej którą wczoraj wrzuciłem na forum,słabo trochę to wyszło ale grzybek ubabrany w ile lessowym.

Romek, a zrób mi proszę to samo tylko przykryte już szkiełkiem nakrywkowym - żebym widział jak wewnątrz się zachowuje medium i obraz x40 - jeśli możesz? :-) w wolnej chwili...

(wypowiedź edytowana przez SlavoYo24 14.stycznia.2021)

Obiektyw 4x to jajowate coś to bąbel powietrza

obiektyw 10x

obiektyw 40x

to coś na środku ostatniego zdjęcia to kawałeczki lessu

Ok, ale chodziło mi o zdjecie szkiełka podstawowego z preparatem z medium, przykrytego szkiełkiem nakrywkowym, żeby zobaczyć, jak się woda rozpływa w środku. :-)

zdjęcie bez lampy,z lampą było jeszcze gorsze.

dodałem kroplę CB.

Ok, to już wiem napewno - za mało wody daje, rozpływa mi się po bokach a preparat jest poza medium
Dzięki Wielkie Romek
Kiedyś Cię uściskam jak się zobaczymy :-)

Ufff...
Wracam z piekła do żywych :-)
Dziś już rozjechało mi się wszystko totalnie!
Tak rozregulowałem mikroskop i resztę, że na kamerze nie widziałem już nic... biała plama
Telefon do Pimpka - 3 minuty i po kłopocie :-)
PIMPEK ! Jesteś wielki, dziękuje

Poniżej zdjęcie zarodników Gautieria sp.
do doskonałości jeszcze daleko, ale... powoli... powoli... zaczynam łapać blusa... przynajmniej workowce
I coś w końcu widzę :-)
tutaj x40 - imersji na razie nie próbuję, powolutku





(wypowiedź edytowana przez SlavoYo24 14.stycznia.2021)

(wypowiedź edytowana przez SlavoYo24 14.stycznia.2021)

Gratuluję zakupów. :-)
Nikt jeszcze nie zwrócił na to uwagi, więc dodam coś z własnego doświadczenia. Chodzi mi mianowicie o jakość szkiełek. Zdarzyło mi się (pierwszy i ostatni raz) kupić takie, które były niemiłosiernie fabrycznie zanieczyszczone ( nakrywkowe posklejane i ze smugami, podstawkowe zaś "utytłane" opiłkami szkła). Zwłaszcza te opiłki mają ogromne znaczenie - gdyż niezależnie od jakości preparatu - będą one znacząco utrudniać właściwe przyleganie szkiełka nakrywkowego, a wtedy zapomnij o udanych obserwacjach mikroskopowych. Osobiście kupuję pakowane próżniowo o sprawdzonej jakości. Jeśli chodzi o szkiełka nakrywkowe kupuję przeważnie o wymiarach 22x22, gdyż takie są dla mnie optymalne. Ale może to kwestia gustu.
Jeśli chodzi o samą technikę przygotowywania preparatu preferuję metodę Grażyny i Romka, choć może z ciekawości spróbuję kiedyś techniką Mirka - choć jestem w tym aspekcie dość konserwatywny. Do czyszczenia obiektywu z olejku używam Optical W...der, z którego jakości i wydajności jestem bardzo zadowolony (rocznie zużywam około 200 ml, a mikroskop eksploatuję niemal codziennie).
Nie bój się eksperymentować. Preparat nie zawsze musi być idealny. Jeśli nie mierzysz przekroju workowców, zawsze trzeba nieco docisnąć (np. płaską końcówką długopisu) szkiełko nakrywkowe, choćby po to by pozbyć się bąbelków powietrza. Jeśli preparat wyszedł zbyt gruby dociśnij mocniej - jeśli zrobiłbyś to za mocno z łatwością dostrzeżesz zgniecione strzępki - komórki z rozlaną protoplazmą. Zrób kolejny preparat nieco ostrożniej. Nie święci garnki lepią - i Tobie się uda. :-) Często chcąc obserwować np. ostrze blaszki pod jednym szkiełkiem nakrywkowym umieszczam kilka maleńkich fragmentów z różnych okolic (np. koło trzonu, z części centralnej i bliższej zewnętrznej krawędzi kapelusza). Nikt przecież nie zabrania robić takich preparatów. Robisz tak by było wygodnie, byś mógł swobodnie zaobserwować to co Ciebie interesuje. Używam wody destylowanej, którą nakładam pipetą, do innych mediów posiłkuję się jak Grażyna buteleczkami po kroplach do oczu. Jedynie Lugol mam w oryginalnej butelce z niezbyt wygodnym zakraplaczem.
PS. No i Gautieria sp. nie jest grzybem workowym. ;-) :-)

To ja jeszcze kilka słów w kwestii dociskania szkiełka!
Jeśli preparat mamy "toporny" a chcemy sprawdzić poszczególne detale (np: croziers, czy też parafizy które często są posklejane) to dociskanie tylko nam zgniecie preparat i "guzik" z obserwacji. Ja stosuje wtedy inną metodę: pod szkiełko wpuszczam zdecydowanie więcej medium i w zasadzie nie dociskając, delikatnie, ruchem okrężnym rozprowadzam preparat po szkiełku. To metoda na gatunku u których strzępki są bardziej zwarte i samoczynnie nie chcą rozwarstwić się. Duża ilość medium jest wtedy konieczna, działa jak smar, na sucho strzępki i inne elmenty ulegają zniszczeniu, szczególnie robiąc preparat z materiału uprzednio zasuszonego.

Myślę że jednym z problemów Sławka jest zbyt gruby preparat.
Na początek nie ma co się bawić,weź kawałeczek namoczonego w H2O workowca,połóż na szkiełko,daj kropelkę wody, połóż szkiełko nakrywkowe i dość brutalnie dociśnij palcem wykonując koliste ruchy .Wiadomo struktury się zniszczą ale w tak rozmazanym preparacie osiągnie się zadowalającą grubość.Chodzi o to żeby zobaczyć jak to musi być cienko pod szkiełkiem.

Romku, myślę tak samo ale już tyle razy o tym pisałem, że już nie chcę powtarzać!
Powiem tylko jeszcze raz: mikroskop działa na zasadzie światła przenikającego preparat od spodu, więc jak ma być obraz ostry jeśli są z tym problemy? Preparat musi byc tak cienki aby światło swobodnie prze niego przenikała!!!

Zobaczcie jeszcze prosze...
Wróciłem do początków
Poniżej zdjęcie włosa- jak mi Romek radził x 40 i x 100 w imersji (nie patrzcie na pomiar - prawidłowy jest x100)
Ewidentnie widać, że mikroskop i kamera działa poprawnie, a problem tkwi w ... operatorze, który nie umie zrobić dobrego preparatu i źle kroi...


x40 wydaje mi sie, że już dobre




x100 w imersji - jak oceniacie - potrzebne do ustawień - na podstawie powyższej "czterdziestki" i Waszego doświadczenia - to zdjęcie w imersji jest w skali od 1 do 10 na ...?


(wypowiedź edytowana przez SlavoYo24 16.stycznia.2021)

(wypowiedź edytowana przez SlavoYo24 16.stycznia.2021)

Czyli sprzęt sprawny,a Tobie zostaje krojenie i oglądanie do skutku.
Nauczysz się.
Jak robisz pomiar staraj się ostrzyć na krawędzie bo fotka x40 jest wyostrzona na środek preparatu tam gdzie jest liczba 306,13,a krawędzie są rozmyte.

No,,,
Chyba dziś się ze szczęścia opiję... :-)
zdjęcia x 40
Gautieria sp.
Tuber sp. (tylko dlaczego w worku są 3 a nie 4 zarodniki? )

Gautieria jeszcze nie to co, ale Tuber zaczyna mi przypominać Wasze zdjęcia zarodników.
Powoli, powoli... do przodu :-)

Są cztery, pod lewym górnym.

Witam,

Od mniej więcej czerwca z powodu pewnych perturbacji nie mam prywatnego sprzętu mikroskopowego. Myślę nad zakupem, ale Leica do jakiej się przyzwyczaiłem jest 20 razy droższa niż samochód którym jeżdżę. Na razie myślę co kupić, z tym, że 40x muszę mieć z kontrastem faz.

Ale do rzeczy. Patrząc na twoje Sławku zmagania, nie wytrzymałem i wyciągnąłem swój ponad stuletni mikroskop i okazało się, że działa. Zabawy jest co nie miara. Np brak śruby mikrometrycznej, zamiast porządnego światła lusterko. Kelera nie ustawiłem, po drugiej próbie gdy mi córka ruszyła lampkę dałem sobie spokój. Gdy przyszło do robienia zdjęć to okazało się, że zgubiłem szybkozłączkę od statywu i muszę robić zdjęcia z ręki. Czas 1/30 i ISO 3200. Dosłownie porażka. Obiektyw 40x, okular 6x na tubusie nie oznaczonego powiększenia więc min. 240. Zdjęcia przedstawiają kawałek blaszki Mycena sp. z postu:

https://www.bio-forum.pl/messages/33/1202027.html

Ewidentnie osobnik nie dojrzały. ALE COŚ WIDAĆ!!!

Życzę dalszej dobrej zabawy, bo o to przecież chyba chodzi.

Dzięki Jurek,
Tak, zabawa jest przednia i zaczyna mi się to coraz bardziej podobać.
Tylko czasu za mało ,,,
;-)